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产品信息
| 适用范围 | 试剂 |
|---|---|
| 使用方法 | 1. 试剂配制： 完全诱导培养基B：2-8℃过夜融化成脂诱导添加物B，使用前须37℃复温30分钟至内容 物充分解冻为透明无沉淀。将人间充质干细胞成脂诱导基础培养基平均分成2份，各 45ml，加入成脂诱导添加物B配制成完全诱导培养基B，充分混匀。 完全诱导培养基C：2-8℃过夜融化成脂诱导添加物C，加入人间充质干细胞成脂诱导基 础培养基的另一份45 ml，配制成完全诱导培养基C，充分混匀，2-8 ℃保存。 油红O染液（工作液）：取油红O储液，与蒸馏水以3：2的比例混合均匀，中性滤纸过 滤，即配制成了油红O染液（工作液），油红O染色工作液现配现用。 2. 培养皿处理：加适量室温复温的包被溶液到培养器皿中，轻轻摇动使其覆盖整个培养器 皿底面，室温静置30-60分钟。弃去溶液，室温晾干。 3. 准备所需诱导分化的MSC，当细胞融合达85%左右时，用消化液消化细胞，并用MSC完 全培养基重悬。 4. 按照3×104 cells/cm2的密度将细胞接种于已包被处理的六孔板中，每孔MSC完全培养基 （需自备）2 ml，37℃、5%CO2培养箱中培养（细胞密度可根据实验室情况进行调整）。 5. 当细胞融合达90%时，弃去培养上清，每孔添加完全诱导培养基B 2 ml/孔，37℃，5% CO2培养箱培养。 6. 诱导培养72小时后弃去原培养上清，添加完全诱导培养基C 2 ml/孔，37℃、5%CO2培 养箱继续培养。 7. 继续诱导培养24小时后弃去原培养基，添加完全诱导培养基B 2 ml/孔，37℃、5%CO2 培养箱继续培养。 8. 重复步骤6、7约3-5次，待细胞内出现明显脂滴时更换为完全诱导培养基C继续培养（一 般骨髓间充质干细胞在培养4天左右高倍镜下能看到细胞浆内有较多数量的圆形亮泡，5- 9天融合为较大的亮泡，这些结构围绕在细胞核周围，较大的与细胞核大小相当。状态较 好的细胞10天内可结束培养过程，若10天后仍未见脂滴结构，请注意分析操作步骤与其 他原因。脐带等组织来源的细胞时间可能不同，需根据具体情况判断）。 9. 每2天更换新鲜完全诱导培养基C，继续培养至脂滴足够大时培养结束（根据实验需要选 择培养结束时间，若成脂面积过大或脂滴过大导致连成片则不利于结果的呈现，建议提 前终止。诱导终止时间以脂滴大小或拟定的对照时间为准，一般最长不超过40天）。 10. 诱导培养结束时，弃去培养上清，DPBS洗细胞两次，4%中性多聚甲醛溶液2ml/孔室温 固定细胞20分钟（培养结束时或中途也可以选择其他检测方法，如基因表达检测等）。 11. 弃去固定液，DPBS洗2次，加入油红O染液（工作液）1ml/孔染色15分钟。该步骤适用 于鉴定成脂能力，若出现脂滴（脂肪细胞）则会呈现红色着色。染色时间需实际情况确 定。 12. 弃去油红O染液（工作液），DPBS洗3次，添加新鲜DPBS。 13. 显微镜下观察并拍照。 14. 结果判定：按照程序操作完毕，低倍镜下观察可见大面积红色着色点，20倍和40倍镜下 可观察到红色球形在细胞内的情况，此红色着色球为脂滴，说明实验所用的MSC具有成 脂能力。否则，所使用的MSC无成脂能力。 |
| 注意事项 | 1. 成脂诱导后细胞易脱壁，换液时完全培养基必须经室温复温 30 分钟。添加培养基时动作 要轻柔，沿培养器皿侧壁缓缓加入，避免吹起细胞。 2. 细胞起始诱导时，融合度对诱导效果十分关键，必须确保细胞生长至足够密时再进行诱 导。 3. 换液时诱导液必须经过复温，否则影响诱导效果和可能导致细胞脱壁。 4. 染色工作液现配现用。 5. 染色过程中一定要避免组织细胞被风干，风干会影响显微观察效果。 6. 如果试剂外包装管出现裂缝，应立即停止使用。 7. 应严格按照贮存要求贮存，避免反复冻融。 8. 操作过程应在无菌环境下进行，必须保证操作过程中使用的所有容器及所有直接接触细 胞液的器具严格无菌。 |
| 声明 | 仅用于科研使用，不能用于临床诊断和治疗。 |
| 保存条件 |
产品详情
间充质干细胞（MSC）具有多向分化的潜能，在一定条件下可以体外诱导分化为脂肪细胞、 成骨细胞、成软骨细胞，是 MSC 鉴定的必检项目，在多种组织来源和制作方法的 MSC 药品 质量控制中，成骨、成脂、成软骨也是必检指标。BDBIO 成脂诱导分化染色试剂盒可用于鉴 定人 MSC 是否具有成脂分化能力，满足 MSC 质量控制的要求，此外培养基还可用于研究诱 导分化过程中的其他检测，如 mRNA 检测、lncRNA 检测、microRNA 检测、蛋白表达检测、 油脂定量检测、免疫组化检测等。本产品诱导 MSC 分化为的脂肪细胞多为多泡脂肪细胞样， 当脂肪滴融合过大时容易脱壁，难见单泡脂肪细胞样，用于脂肪研究可斟酌使用本产品。
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